Influencia de sistemas buffer en la interacción entre una biblioteca de ADN aleatorio y células de Salmonella typhimurium.
DOI:
https://doi.org/10.15649/2346075X.3556Palabras clave:
Biblioteca de ADN aleatorio, S. typhimurium, MgCl₂Resumen
Introducción. Salmonella entérica subsp. entérica ser. Typhimurium (S. typhimurium) es una bacteria gramnegativa de gran relevancia para la salud pública debido a su capacidad de transmitirse a través de alimentos, causando diversas enfermedades conocidas colectivamente como salmonelosis. El desarrollo de sistemas de detección rápidos y específicos para este microorganismo es crucial para fortalecer los programas de control de calidad alimentaria y prevenir brotes infecciosos. Esta necesidad resalta la importancia de estudiar nuevos enfoques de diagnóstico, como aquellos basados en aptámeros, que suelen generarse mediante la técnica SELEX. Los parámetros de esta técnica son definidos por cada grupo de investigación y afectan directamente las capacidades de reconocimiento de los aptámeros hacia sus objetivos. Objetivo. En este estudio, evaluamos la influencia de tres sistemas tampón diferentes y de concentraciones variables de cloruro de magnesio (MgCl₂) en la capacidad de unión de una biblioteca aleatoria de ADN monocatenario a células de S. typhimurium. Materiales y Métodos. Las células de S. typhimurium se incubaron con secuencias de ADN aleatorias en presencia de tampones buffer salino fosfato (PBS), Tris buffer salino (TBS) o Tris nitrato de potasio (TK), con diferentes concentraciones de MgCl₂. Las secuencias no unidas o débilmente unidas se separaron por centrifugación y se cuantificaron mediante qPCR. Las diferencias estadísticas entre las condiciones experimentales se analizaron utilizando ANOVA. Resultados. El sistema tampón utilizado no afectó significativamente la recuperación de secuencias de ADN unidas a las células de S. typhimurium a una concentración constante de MgCl₂. Sin embargo, las variaciones en la concentración de MgCl₂ influyeron significativamente en el número de secuencias unidas a las células de S. typhimurium. Conclusiones. La interacción entre las secuencias de ADN y las células de S. typhimurium aumentó a una concentración de MgCl₂ de 2,5 mM en el tampón TBS.
Referencias
Gonzalez Pedraza J, Pereira Sanandres N, Soto Varela Z, Hernández Aguirre E, Villarreal Camacho J. Microbiological isolation of Salmonella spp. and molecular tools for detection. Salud Uninorte. 2014;30(1):73-94. https://doi.org/10.14482/sun.30.1.4316
Tombelli S, Minunni M, Mascini M. Analytical applications of aptamers. Biosens Bioelectron. 2005;20(12):2424-34. https://doi.org/10.1016/j.bios.2004.11.006
Byun J. Recent progress and opportunities for nucleic acid aptamers. Life. 2021;11(3):1-18. https://doi.org/10.3390/life11030193
Tuerk C, Gold L. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase. Science. 1990;249(4968):505-10. https://doi.org/10.1126/science.2200121
Ellington AD, Szostak JW. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature. 1990;346(6287):818-22. https://doi.org/10.1038/346818a0
Díaz-Fernández A, Miranda-Castro R, de-los-Santos-Álvarez N, Rodríguez EF, Lobo-Castañón MJ. Focusing aptamer selection on the glycan structure of prostate-specific antigen: Toward more specific detection of prostate cancer. Biosens Bioelectron. 2019;128:83-90. https://doi.org/10.1016/j.bios.2018.12.040
Zhao J, Ma Z. Ultrasensitive detection of prostate-specific antigen by electrochemical aptasensor using enzyme-free recycling amplification via target-induced catalytic hairpin assembly. Biosens Bioelectron. 2017;102:316-20. https://doi.org/10.1016/j.bios.2017.11.044
Ropero-Vega JL, Albiares-Sánchez LJ, León-Sanchez WR, Valdivieso-Quintero W, FlórezCastillo JM. Detection of pathogenic E. coli by electrochemical biosensors based on aptamers designed by bioinformatic tools. Chem Eng Trans. 2022;93:283-8. https://doi.org/10.3303/CET2293048
Wu Y, Belmonte I, Sykes KS, Xiao Y, White RJ. Perspective on the future role of aptamers in analytical chemistry. Anal Chem. 2019;91(24):15335-44. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.9b03853
Kohlberger M, Gadermaier G. SELEX: Critical factors and optimization strategies for successful aptamer selection. Biotechnol Appl Biochem. 2022;69(5):1771-92. https://doi.org/10.1002/bab.2244
Duan N, Wu S, Chen X, Huang Y, Xia Y, Ma X, et al. Selection and characterization of aptamers against Salmonella Typhimurium using whole-bacterium SELEX. J Agric Food Chem. 2013;61(13):3229-34. https://doi.org/10.1021/jf400767d
Lavu PSR, Mondal B, Ramlal S, Murali HS, Batra HV. Selection and characterization of aptamers using a modified whole-cell bacterium SELEX for the detection of Salmonella enterica serovar Typhimurium. ACS Comb Sci. 2016;18(6):292-301. https://doi.org/10.1021/acscombsci.5b00123
Moon J, Kim G, Lee S, Park S. Identification of Salmonella Typhimurium-specific DNA aptamers developed using whole-cell SELEX and FACS analysis. J Microbiol Methods. https://doi.org/ 10.1016/j.mimet.2013.08.005
Savory N, Nzakizwanayo J, Abe K, Yoshida W, Ferri S, Dedi C, et al. Selection of DNA aptamers against uropathogenic Escherichia coli NSM59 by quantitative PCR-controlled Cell-SELEX. J Microbiol Methods. 2014;104:94-100. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2014.06.016
Park HC, Baig IA, Lee SC, Moon JY, Yoon MY. Development of ssDNA aptamers for the sensitive detection of Salmonella Typhimurium and Salmonella Enteritidis. Appl Biochem Biotechnol. 2014;174(2):793-802. https://doi.org/10.1007/s12010-014-1103-z
Sun H, Wan Y, Du P, Bai L. The epidemiology of monophasic Salmonella Typhimurium. Foodborne Pathog Dis. 2020;17(2):87-97. https://doi.org/10.1089/fpd.2019.2676
Tariq S, Samad A, Hamza M, Ahmer A, Muazzam A, Ahmad S. Salmonella in poultry: An overview. Multidiscip Sci Arts. 2022;1(1):80-4. https://doi.org/10.47709/ijmdsa.v1i1.1706
Komarova N, Kuznetsov A. Inside the black box: What makes SELEX better? Molecules. 2019;24(19):1-16. https://doi.org/10.3390/molecules24193598
Joshi R, Janagama H, Dwivedi HP, Senthil Kumar TMA, Jaykus LA, Schefers J, et al. Selection, characterization, and application of DNA aptamers for the capture and detection of Salmonella enterica serovars. Mol Cell Probes. 2009;23(1):20-8. https://doi.org/10.1016/j.mcp.2008.10.006
Meyer S, Maufort JP, Nie J, Stewart R, McIntosh BE, Conti LR, et al. Development of an efficient targeted Cell-SELEX procedure for DNA aptamer reagents. PLoS One. 2013;8(8):9-14. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0071798
Pavani P, Kumar K, Rani A, Venkatesu P, Lee M-J. The influence of sodium phosphate buffer on the stability of various proteins: Insights into protein-buffer interactions. J Mol Liq. 2021;331:115753. https://doi.org/10.1016/j.molliq.2021.115753
McKeague M, McConnell EM, Cruz-Toledo J, Bernard ED, Pach A, Mastronardi E, et al. Analysis of in vitro aptamer selection parameters. J Mol Evol. 2015;81(5-6):150-61. https://doi.org/10.1007/s00239-015-9708-6
Billet B, Chovelon B, Fiore E, Oukacine F, Petrillo M, Faure P, et al. Aptamer switches regulated by post-transition/transition metal ions. Angew Chem Int Ed. 2021;60(22):12346-50. https://doi.org/10.1002/anie.202102254
Zhang Y, Luo F, Zhang Y, Zhu L, Li Y, Zhao S, et al. A sensitive assay based on specific aptamer binding for the detection of Salmonella enterica serovar Typhimurium in milk samples by microchip capillary electrophoresis. J Chromatogr A. 2018;1534:188-94. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2017.12.054
Cai S, Yan J, Xiong H, Liu Y, Peng D, Liu Z. Investigations on the interface of nucleic acid aptamers and binding targets. Analyst. 2018;143(22):5317-38. https://doi.org/10.1039/C8AN01467A
Hetzke T, Vogel M, Gophane DB, Weigand JE, Suess B, Sigurdsson STH, et al. Influence of Mg2+ on the conformational flexibility of a tetracycline aptamer. RNA. 2019;25(1):158-67. https://doi.org/10.1261/rna.068684.118
Siddiqui S, Yuan J. Binding characteristics study of DNA-based aptamers for E. coli O157:H7 Molecules. 2021;26(1):204. https://doi.org/10.3390/molecules26010204
Mohammadinezhad R, Jalali SAH, Farahmand H. Evaluation of different direct and indirect SELEX monitoring methods and implementation of melt-curve analysis for rapid discrimination of variant aptamer sequences. Anal Methods. 2020;12(30):3823-35. https://doi.org/10.1039/D0AY00491J
Descargas
Archivos adicionales
Publicado
Cómo citar
Número
Sección
Altmetrics
Descargas
Licencia
Derechos de autor 2024 Innovaciencia
Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución-NoComercial 4.0.
Todos los artículos publicados en esta revista científica están protegidos por los derechos de autor. Los autores retienen los derechos de autor y conceden a la revista el derecho de primera publicación con el trabajo simultáneamente licenciado bajo una Licencia Creative Commons Atribución-NoComercial 4.0 Internacional (CC BY-NC 4.0) que permite compartir el trabajo con reconocimiento de autoría y sin fines comerciales.
Los lectores pueden copiar y distribuir el material de este número de la revista para fines no comerciales en cualquier medio, siempre que se cite el trabajo original y se den crédito a los autores y a la revista.
Cualquier uso comercial del material de esta revista está estrictamente prohibido sin el permiso por escrito del titular de los derechos de autor.
Para obtener más información sobre los derechos de autor de la revista y las políticas de acceso abierto, por favor visite nuestro sitio web.
